In-vivo-Histologie der Hornhaut – vom „Rostocker Cornea Modul“ zur „Rostocker Elektronischen Spaltlampe“ – eine klinische „Proof-of-Concept“-Studie

Widmung

Joachim Stave zum 80. Geburtstag gewidmet.

Zusammenfassung

Hintergrund Die konfokale In-vivo-Mikroskopie hat sich in der Augenheilkunde als Forschungsmethode etabliert. Wegen der Notwendigkeit einer Kontaktankopplung bei suboptimalen Justierungshilfen der Geräte wird die Methode bisher wenig im klinischen Routinebetrieb eingesetzt. Die konfokale Laserscanning-Mikroskopie (CLSM) des Auges konnte in den letzten Jahren durch die enge Zusammenarbeit von Physikern, Informatikern und Augenärzten weiterentwickelt werden und steht nun als ein am Patienten einsetzbarer Prototyp zur Verfügung. Im Rahmen dieser Studie wurden die Möglichkeiten der Methode im klinischen Einsatz evaluiert.

Material und Methoden Wesentliche Neuerungen der CLSM stellen (1) ein neugestaltetes Koppelelement mit einer der Hornhautkrümmung angepassten Oberfläche und (2) der Einsatz eines dualen computergestützen Piezoantriebs für eine schnelle präzise Fokusführung dar. Im Postprocessing und nach einer elastischen Bildregistrierung der oberflächenparallelen Einzelbilder gelingt es auch, sagittale, spaltlampenähnliche Schnitte mit einer Auflösung im Mikrometerbereich zu erzeugen. Die an enukleierten Schweinebulbi erprobte Konzeption wird bei Normalprobanden und ausgewählten Patienten mit Hornhauterkrankungen eingesetzt.

Ergebnisse Durch die simultane Darstellung von oberflächenparallelen und sagittalen Untersuchungsebenen können Zusatzinformationen zum Verständnis von Wundheilungsvorgängen aller Hornhautsubstrukturen und die Rolle von immunkompetenten Zellen zur Verfügung gestellt werden. Die klinischen Einsatzmöglichkeiten werden an einem Augengesunden und mehreren Beispielen (Keratokonus nach CXL, rezidivierende Keratitis, Zustand nach PRK) demonstriert. Diese zeigen, dass die morphologische Untersuchung der Hornhaut mit dem neuen Ansatz in jeder gewünschten und der Fragestellung angepassten Untersuchungsebene bei zellulärer Auflösung möglich ist.

Schlussfolgerungen Es konnte gezeigt werden, dass die neue Konzeption der CLSM klinisch einsetzbar ist und sowohl den tierexperimentell arbeitenden Forschenden als auch dem an Hornhauterkrankungen interessierten Augenarzt bisher nicht verfügbare Informationen, wie z. B. die Langerhans-Zelldichte und die Epithelschichtung bei Oberflächenerkrankungen des Auges, zur Verfügung stellen kann.

Schlüsselwörter

Rostocker Elektronische Spaltlampe - konfokale In-vivo-Laserscanning-Mikroskope - In-vivo-Histologie der Hornhaut

Publication History

Received: 02 October 2020

Accepted: 21 October 2020

Article published online:
23 November 2020

• References/Literatur

• 1 Schmidt D. Carl Wilhelm von Zehender: Vater der Mikrochirurgie, erster Herausgeber der klinischen Monatsblätter für Augenheilkunde und Mitbegründer der Ophthalmologischen Gesellschaft Heidelberg. In: Krogmann F. Hrsg. Mitteilungen der Julius-Hirschberg-Gesellschaft zur Geschichte der Augenheilkunde. Würzburg: Königshausen & Neumann; 2001: 79-166
• 2 Gellrich MM, Schmidt D. Hrsg. Die Spaltlampe. Heidelberg: Kaden; 2011
• 3 Gullstrand A. Die Nernstspaltlampe in der ophthalmologischen Praxis. In: Gellrich MM, Schmidt D. Hrsg. Die Spaltlampe. Heidelberg: Kaden; 2011: 165-179
• 4 Vogt A. Lehrbuch und Atlas der Spaltlampenmikroskopie des lebenden Auges mit Anleitung und Methodik der Untersuchung. In: Gellrich MM, Schmidt D. Hrsg. Die Spaltlampe. Heidelberg: Kaden; 2011: 165-179
• 5 Minsky M. Microscopy Apparatus. US Patent 3,013,467, 1961
• 6 Minsky M. Memoir on inventing the confocal scanning microscope. Scanning 1988; 10: 128-138 doi:10.1002/sca.4950100403
• 7 Maurice DM. A scanning slit optical microscope. Invest Ophthalmol 1974; 13: 1033-1037
• 8 Koester CJ. Scanning mirror microscope with optical sectioning characteristics: applications in ophthalmology. Appl Opt 1980; 19: 1749-1757 doi:10.1364/AO.19.001749
• 9 Cavanagh HD, Jester JV, Essepian J. et al. Confocal microscopy of the living eye. CLAO J 1990; 16: 65-73
• 10 Masters BR, Thaer AA. Real-time scanning slit confocal microscopy of the in vivo human cornea. Appl Opt 1994; 33: 695-701 doi:10.1364/AO.33.000695
• 11 Guthoff RF, Zhivov A, Stachs O. In vivo confocal microscopy, an inner vision of the cornea – a major review. Clin Exp Ophthalmol 2009; 37: 100-117 doi:10.1111/j.1442-9071.2009.02016.x
• 12 Daas L, Viestenz A, Bischoff M. et al. Confocal microscopy for the diagnostics of fungal keratitis. Ophthalmologe 2016; 113: 767-771 doi:10.1007/s00347-015-0206-4
• 13 Daas L, Bischoff-Jung M, Viestenz A. et al. Confocal microscopy as an early relapse marker after keratoplasty due to Fusarium solani keratitis. Ophthalmologe 2017; 114: 66-69 doi:10.1007/s00347-016-0270-4
• 14 De Clerck EEB, Schouten JS, Berendschot TTJM. et al. New ophthalmologic imaging techniques for detection and monitoring of neurodegenerative changes in diabetes: a systematic review. Lancet Diabetes Endocrinol 2015; 3: 653-663 doi:10.1016/S2213-8587(15)00136-9
• 15 Bohn S, Sperlich K, Allgeier S. et al. Cellular in vivo 3D imaging of the cornea by confocal laser scanning microscopy. Biomed Opt Express 2018; 9: 2511-2525 doi:10.1364/BOE.9.002511
• 16 Beuerman RW, Laird JA, Kaufman SC. et al. Quantification of real-time confocal images of the human cornea. J Neurosci Methods 1994; 54: 197-203 doi:10.1016/0165-0270(94)90193-7
• 17 Cavanagh HD, Petroll WM, Jester JV. Confocal Microscopy. In: Krachmer JH, Mannis MJ, Holland EJ. eds. Cornea. Philadelphia: Elsevier Mosby; 2005: 283-297
• 18 Petroll WM, Robertson DM. In Vivo Confocal Microscopy of the Cornea: New Developments in Image Acquisition, Reconstruction, and Analysis Using the HRT-Rostock Corneal Module. Ocul Surf 2015; 13: 187-203 doi:10.1016/j.jtos.2015.05.002
• 19 Eckard A, Stave J, Guthoff RF. In vivo investigations of the corneal epithelium with the confocal Rostock Laser Scanning Microscope (RLSM). Cornea 2006; 25: 127-131 doi:10.1097/01.ico.0000170694.90455.f7
• 20 Hamrah P, Liu Y, Zhang Q. et al. The corneal stroma is endowed with a significant number of resident dendritic cells. Invest Ophthalmol Vis Sci 2003; 44: 581-589 doi:10.1167/iovs.02-0838
• 21 Chinnery HR, Leong CM, Chen W. et al. TLR9 and TLR7/8 activation induces formation of keratic precipitates and giant macrophages in the mouse cornea. J Leukoc Biol 2015; 97: 103-110 doi:10.1189/jlb.3AB0414-216R
• 22 Chinnery HR, McMenamin PG, Dando SJ. Macrophage physiology in the eye. Pflugers Arch 2017; 469: 501-515 doi:10.1007/s00424-017-1947-5
• 23 Hovakimyan M, Falke K, Stahnke T. et al. Morphological analysis of quiescent and activated keratocytes: a review of ex vivo and in vivo findings. Curr Eye Res 2014; 39: 1129-1144 doi:10.3109/02713683.2014.902073
• 24 Hovakimyan M, Stachs O, Céline O. et al. Matrix-Based Regenerating Agent for Corneal Wound Healing After Collagen Cross-Linking. Cornea 2016; 35: 1638-1643 doi:10.1097/ICO.0000000000001047
• 25 Hahnel C, Somodi S, Weiss DG. et al. The keratocyte network of human cornea: a three-dimensional study using confocal laser scanning fluorescence microscopy. Cornea 2000; 19: 185-193 doi:10.1097/00003226-200003000-00012
• 26 Stave J, Zinser G, Grümmer G. et al. [Modified Heidelberg Retinal Tomograph HRT. Initial results of in vivo presentation of corneal structures]. Ophthalmologe 2002; 99: 276-280 doi:10.1007/s003470100535
• 27 Dua HS, Faraj LA, Said DG. et al. Human corneal anatomy redefined: a novel pre-Descemetʼs layer (Duaʼs layer). Ophthalmology 2013; 120: 1778-1785 doi:10.1016/j.ophtha.2013.01.018