Rolle der Roten Vogelmilbe (Dermanyssus gallinae) bei der Übertragung von aviärem Influenza-A-Virus

D. Sommer; U. Heffels-Redmann; K. Köhler; M. Lierz; E. F. Kaleta

doi:10.15653/TPG-150413

Tierärztliche Praxis Ausgabe G: Großtiere / Nutztiere, Table of Contents

Tierarztl Prax Ausg G Grosstiere Nutztiere 2016; 44(01): 26-33
DOI: 10.15653/TPG-150413

Originalartikel

Schattauer GmbH

Rolle der Roten Vogelmilbe (Dermanyssus gallinae) bei der Übertragung von aviärem Influenza-A-Virus

Role of the poultry red mite (Dermanyssus gallinae) in the transmission of avian influenza A virus

D. Sommer

¹Paul-Ehrlich-Institut, Bundesinstitut für Impfstoffe und Sera und biomedizinische Arzneimittel, Langen, Deutschland (aktuelle Anschrift)

²Klinik für Vögel, Reptilien, Amphibien und Fische, Justus-Liebig-Universität, Gießen, Deutschland

,

U. Heffels-Redmann

²Klinik für Vögel, Reptilien, Amphibien und Fische, Justus-Liebig-Universität, Gießen, Deutschland

,

K. Köhler

³Institut für Veterinär-Pathologie, Justus-Liebig-Universität Gießen, Deutschland

,

M. Lierz

²Klinik für Vögel, Reptilien, Amphibien und Fische, Justus-Liebig-Universität, Gießen, Deutschland

,

E. F. Kaleta

²Klinik für Vögel, Reptilien, Amphibien und Fische, Justus-Liebig-Universität, Gießen, Deutschland

› Author Affiliations

Abstract

Zusammenfassung

Ziel dieser Studie war, die Rolle der Roten Vogelmilbe (Dermanyssus [D.] gallinae) bei der horizontalen Übertragung von aviärem Influenza-A-Virus (AIV) zu untersuchen. Diese Milbe stellt weltweit den häufigsten Ektoparasiten beim Geflügel dar und könnte Bedeutung bei der Übertragung von Pathogenen inklusive AIV haben. Aktuell ist eine Bekämpfung der Milben schwierig, da sie Resistenzen gegen viele Akarizide entwickeln, nachtaktiv sind und für Monate ohne Blutaufnahme versteckt überdauern können. Material und Methoden: Die in einem Legehennenbetrieb gesammelten Milben wurden in selbst gebaute Boxen gesetzt. SPF-Hühner wurden intravenös mit dem AIV-Stamm A/turkey/Ontario/ 7732/1966 (H5N9) infiziert und die Virämie verfolgt. Zu einem bestimmten Zeitpunkt wurden ca. 1000 Milben zu den infizierten Hühnern gesetzt, um dort Blut aufzunehmen. Die Virus-Reisolierung wurde über 14 Tage täglich mittels Hühnerembryofibroblasten-Kulturen und embryonierten Hühnereiern versucht. Um festzustellen, ob virushaltige Milben das Virus übertragen, wurden sie in Boxen zu SPF-Hühnern gesetzt. Die mögliche Infektion der Hühner wurde durch klinisches Monitoring, Serologie, Sektionen, Histologie und Immunhistochemie überprüft. Ergeb - nisse: AIV-infizierte Hühner entwickelten eine dosisabhängige Virämie ab Tag 1 post infectionem (p. i.), der zur erstmaligen Blutaufnahme der Milben gewählt wurde. AIV wurde aus Milben nach dem Blutsaugen an Hühnern über 10 Tage isoliert. Naive Hühner konnten von AIV-positiven Milben durch Blutsaugen mit AIV infiziert werden. Virusisolate aus Milben und Hühnern ließen sich mittels RT-PCR nicht von dem Ausgangs - isolat unterschei den. Schlussfolgerung: Milben können AIV durch Blutsaugen aufnehmen und auf SPF-Hühner übertragen. Hiermit wurde die Rolle von D. gallinae als mechanischem Vektor für AIV nachgewiesen. Die Milbe ist daher an der Zirkulation des Virus in einem Betrieb beteiligt, wobei das infektiöse Virus in der Milbe eine begrenzte Überlebenszeit hat. Klinische Relevanz: Die bestätigte AIV-Übertragung erhöht die Wichtigkeit der Bekämpfung dieses Ektoparasiten zum Erhalt der Gesundheit und Produktivität von Geflügel. Die belegte Vektorfunktion von D. gallinae hat große Bedeutung für Geflügelhaltungen weltweit.

Summary

Objective: The aim of this study was to investigate the role of the poultry red mite (Dermanyssus [D.] gallinae) in the horizontal transmission of avian influenza A virus (AIV) to chickens. This mite is the most common ectoparasite in poultry worldwide, and may play a role in the spread of infectious agents including AIV. Currently, the control of mites is difficult due to frequently developed resistance to many acaricides, their nocturnality and their ability to survive hidden with out feeding for months. Materials and methods: D. gallinae were collected in a commercial layer farm and housed in self-made fibre board boxes. SPF chickens were intravenously infected with AIV strain A/turkey/Ontario/7732/1966 (H5N9). The viraemia in chickens was monitored and at an appropriate time point about 1000 mites were allowed to suck on the AIV infected chickens. Reisolation of the virus from blood-filled mites was tried daily for 14 days using chicken embryo fibroblast cultures and embryonated chicken eggs. Subsequently, the virus containing mites were placed into boxes that contained naïve SPF chickens to enable virus transmission from mites to chickens. Possible transmission to the chickens was examined using clinical signs, serology, gross lesions, histopathology and immunohistochemistry. Results: Chickens developed a dose-dependent viraemia one day after infec tion, therefore this day was chosen for the bloodmeal of the mites. AIV was detected in mites after bloodsucking on AIV-infected chickens over a 10-day period. Naïve SPF chickens were infec ted during bloodsucking of AIV carrying mites. AIV isolates in mites and in chickens were undistinguishable from the original AIV inoculum by RT-PCR. Conclusions: D. gallinae ingested AIV during bloodmeals on AIV infected chickens and are able to transmit AIV to SPF chickens. There fore, mites serve as mechanical vector of AIV and may play a major role in the circulation of AIV within a facility or area although the life span of infectious virus in the mite is limited. Clinical relevance: The proven transmission requires more than ever a systematic control of this ectoparasite in order to maintain poultry health and productivity. The demonstrated vector function of this mite is of great significance for poultry flocks all over the world.

Schlüsselwörter

AIV - Huhn - Virusisolierung - mechanischer Vektor

Keywords

AIV - chicken - virus isolation - mechanical vector

Full Text

References

Literatur
1 Alexander DJ. An overview of the epidemiology of avian influenza. Vaccine 2006; 25: 5637-5644.
2 Alexander DJ, Parsons G, Manvell RJ. Experimental assessment of the pathogenicity of eight avian influenza A viruses of H5 subtype for chickens, turkeys, ducks and quail. Avian Pathol 1986; 15: 647-662.
3 Anonymous. Verordnung zum Schutz gegen die Geflügelpest (Geflügelpest-Verordnung – GeflPestSchV) in der Fassung der Bekanntmachung vom 8. Mai 2013 (BGBl. I S. 1212), die durch Art. 29 der Verordnung vom 17. April 2014 (BGBl. I S. 388) geändert worden ist. Neugefasst durch Bek. v. 8.5.2013 I 1212; geändert durch Art. 29 V v. 17.4.2014 I 388. Diese Verordnung dient der Umsetzung der Richtlinie 2005/94/EG des Rates vom 20. Dezember 2005 mit Gemeinschaftsmaßnahmen zur Bekämpfung der Aviären Influenza und zur Aufhebung der Richtlinie 92/40/EWG (ABl. EU2006 Nr. L 10 S. 16).
4 Anonymous. FAO AIDE news incl. Annex. Animal influenza disease emergency situation Update 83. 03-2012; 1-8 and Annex 1-5.
5 Arkle S, Guy JH, Sparagano O. Immunological effects and productivity variation of red mite (Dermanyssus gallinae) on laying hens – implications for egg production and quality. World's Poultry Science Journal 2006; 62: 249-257.
6 Barbazan P, Thitithanyanont A, Misse D, Dubot A, Bosc P, Luangsri N. et al. Detection of H5N1 avian influenza virus from mosquitoes collected in an infected poultry farm in Thailand. Vector Borne Zoonotic Dis 2008; 8: 105-109.
7 Bücher T. Untersuchungen zur Überlebensdauer von Dermanyssus gallinae in Abhängigkeit von Material, Temperatur und Luftfeuchte. Dissertation, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover. 1998
8 Capua I, Mutinelli F, Pozza MD, Donatelli I, Puzelli S, Cancellotti FM. The 1999-2000 avian influenza (H7N1) epidemic in Italy: veterinary and human health implications. Acta Trop 2002; 83: 7-11.
9 Chauve C. The poultry red mite Dermanyssus gallinae (de Geer, 1778): current situation and future prospects for control. Vet Parasitol 1998; 79: 239-245.
10 Cox MM, Hollister JR. Flußlok, a next generation influenza vaccine manufactured in insect cells. Biologicals 2009; 37: 182-189.
11 Grzimek B. Krankes Geflügel. 3. Aufl. Berlin: Pfenningstorff; 1942: 144-148.
12 Hindle E. Attemps to transmit „Fowl Pest“ by Argas persicus. Bull Soc Pathol Exot 1912; 5: 165-167.
13 Krammer F, Grabherr R. Alternative influenza vaccines made by insect cells. Trends Molec Med 2010; 16: 313-320.
14 Lucas R, Loos-Frank B. Parasitologie.. Heidelberg, Berlin: Spektrum Akademischer Verlag; 1997: 271-278.
15 Mayr A, Bachmann PA, Bibrack B, Wittmann G. Virologische Arbeitsmethoden, Bd. 1 und 2.. Stuttgart: Fischer; 1977
16 Mazzuoli S. Osservazioni sulla peste aviaria. La Clinica Veterinaria, Milano 1916; 38: 1-6.
17 Modrow S, Falke D, Schätzl H, Truyen U. Epidemiologie. Molekulare Virologie, 3. Aufl.. Modrow S, Falke D, Schätzl H, Truyen U. Heidelberg, Berlin: Spektrum Akademischer Verlag; 2010: 115-120.
18 Narayan O, Lang G, Rouse BT. A new influenza A virus infection in turkeys. IV. Experimental susceptibility of domestic birds to virus strain turkey - Ontario 7732-1966. Arch Ges Virusforsch 1969; 26: 149-165.
19 Nisbet AJ, Billingsley PF. A comparative survey of the hydrolytic enzymes of ectoparasitic and free-living mites. Intern J Parasitol 2000; 30: 19-27.
20 Nordenfors H, Höglund J, Uggla A, Chirico J. Studies on Dermanyssus gallinae, a mite pest in litter-based systems for laying hens in Sweden. Swepar Triennial Report 1995-1997.. 1999: 66-75.
21 Normile D. Avian influenza. Are wild birds to blame?. Science 2005; 310: 426-428.
22 OIE. World Organisation for Animal Health, Paris. Highly pathogenic avian influenza. Manual of Diagnostic Tests and Vaccines for Terrestrial Animals (mammals, birds and bees).. Office International des Epizooties. 2004: 258-270.
23 Phipps LP, Essen SC, Brown IH. Genetic subtyping of influenza A viruses using RT-PCR with a single set of primers based on conserved sequences within the HA2 coding region. J Virol Methods 2004; 122 (01) 119-122.
24 Sawabe K, Hoshino K, Isawa H, Sasaki T, Hayashi T, Tsuda Y. et al. Detection and isolation of highly pathogenic H5N1 avian influenza A viruses from blow flies collected in the vicinity of an infected poultry farm in Kyoto, Japan, 2004. Ann Trop Med Parasitol 2006; 75: 327-332.
25 Sawabe K, Tanabayashi K, Hotta A, Hoshino K, Isawa H, Sasaki T. et al. Survival of avian H5N1 influenza A viruses in Calliphora nigribarbis (Diptera: Calliphoridae). J Med Entomol 2009; 46: 852-855.
26 Spackman E, Senne DA, Myers TJ, Bulaga LL, Garber LP, Perdue ML, Lohman K, Daum LT, Suarez DL. Development of a realtime reverse transcriptase PCR assay for type A influenza virus and the avian H5 and H7 hemagglutinin subtypes. J Clin Microbiol 2002; 40 (09) 3256-3260.
27 Sparagano O, Pavlicevic A, Murano T, Camarda A, Sahibi H, Kilpinen O, Mul M, Van Emous R, Le Bouquin S, Hoel K, Cafiero MA. Prevalence and key figures for the poultry red mite Dermanyssus gallinae infections in poultry farm systems. Exp Appl Acarol 2009; 48 (12) 3-10.
28 Sparagano OAE, George DR, Harrington DWJ, Giangaspero A. Significance and control of the poultry red mite. Dermanyssus gallinae.. Annu Rev Entomol 2014; 59: 447-466.
29 Sternberger LA, Hardy PH, Cuculus JJ, Meyer HG. The unlabeled antibody enzyme method of immunochemistry: protein preparation and properties of soluble antigen-antibody complex (horseradish-peroxidase-antihorseradish peroxidase) and its use in identification of spiro-chetes. J Histochem Cytochem 1970; 18: 315-333.
30 Swayne DE, Senne DA, Suarez DL. Avian Influenza. A Laboratory Manual for the Isolation, Identification, and Characterization of Avian Pathogens. 5th edn. Dufour-Zawala L, Swayne DE, Glisson JE. et al. Jacksonville: Am Assoc Avian Pathol; 2008: 128-134.
31 Tenter AM. Begriffserklärungen. Veterinärmedizinische Parasitologie, 6. Aufl.. Boch J, Supperer R, Schnieder T. Hamburg: Parey; 2006: 1-25.
32 Tsuda Y, Hayashi T, Higa Y, Hoshino K, Kasai S, Tomita T. et al. Dispersal of a blow fly, Calliphora nigribarbis, in relation to the dissemination of highly pathogenic avian influenza virus. Jpn J Infect Dis 2009; 62: 294-297.
33 Valiente MC, Chauve C, Zenner L. Vectorial role of some dermanyssoid mites (Acari, Mesostigmata, Dermanyssoidea). Parasite 2005; 12: 99-109.
34 Valiente MC, De Luna CJ, Tod A, Guy JH, Sparagano OA, Zenner L. The poultry red mite (Dermanyssus gallinae): a potential vector of pathogenic agents. Exper Appl Acar 2009; 48: 93-104.
35 Valiente MC, Thioulouse J, Chauve C, Normand P, Zenner L. Bacterial taxa associated with the hematophagous mite Dermanyssus gallinae detected by 16S rRNA PCR amplification and TTGE fingerprinting. Res Microbiol 2009; 160: 63-70.
36 van Heelsbergen T. Handbuch der Geflügelkrankheiten und der Geflügelzucht.. Stuttgart: Enke; 1929: 279-295.
37 Webster RG. Influenza virus: transmission between species and relevance to emergence of the next human pandemic. Arch Virol Suppl 1997; 13: 105-113.
38 Zeman P, Stika V, Skalka B, Bartik M, Dusbabek F, Lavickova M. Potential role of Dermanyssus gallinae De Geer, 1778 in the circulation of the agent of pullurosis-typhus in hens. Folia Parasitol. (Praha) 1982; 29: 371-374.