Femoro-azetabuläres Impingement: Eine präarthrotische Deformität?

Table of Contents

Dr. Susanne Wagner

Führt ein Impingement zwischen dem asphärischen Anteil des Femurkopfes und dem Acetabulumrand bei jungen Erwachsenen langfristig zu degenerativen Veränderungen des Knorpels am Femurkopf? Um diese Frage zu beantworten, wurde zum ersten Mal die Knorpelzone, die bei der operativen Therapie des femoro-azetabulären Impingements reseziert worden war, histologisch und auf molekularbiologischer Basis untersucht und mit gesundem und arthrotischem Knorpel verglichen. Histologisch zeigten sich in den Resektaten des durch Impingement fraglich geschädigten Knorpels (im asphärischen Anteil des Hüftkopfes) Zeichen von degenerativen Veränderungen, die denen einer Arthrose entsprachen. Dagegen zeigte gesunder Knorpel nie solche molekularbiologischen Veränderungen. Es bleibt zu klären, ob diese degenerativen Veränderungen zu einer generalisierten Arthrose des Hüftgelenks führen.

Beißzangen- oder Pincer-Impingement

Die Diagnose femoro-azetabuläres Impingement wird seit 10 Jahren als präarthrotische Deformität diskutiert. Es wird postuliert, dass ein Impingement zwischen dem vorderen asphärischen Anteil des Femurkopf/Halsüberganges und dem Acetabulumrand bei jungen Erwachsenen zu Beschwerden und langfristig zu degenerativen Veränderungen des Knorpels am Femurkopf führen kann. Zwei Formen des femoro-azetabulären Impingements sind bekannt. Bei einer zu tiefen oder fehlorientierten Pfanne kommt es zum Beißzangen- oder Pincer-Impingement, bei der zuerst das Labrum makroskopisch geschädigt wird. Die Hüftkopfform ist nahezu sphärisch und es kommt zu Labrumabscherungen durch das Anschlagen des proximalen Schenkelhalses.

Nockenwellen- oder Cam-Impingement

Das im Gegensatz dazu femoral induzierte Impingement ist als Nockenwellen- oder Cam-Impingement bekannt. Die Pathomorphologie besteht in einer nicht-sphärischen Ausziehung des Femurkopf/Halsüberganges mit zu geringem Kopf/Hals-Offset (Abb. [1]). Durch endgradige Flexion, Innenrotation und schnelle Adduktionsbewegung wird der asphärische Anteil des Hüftkopfes in die Pfanne gepresst, der er nicht ausweichen kann und es kommt zur Abscherung des randständigen Knorpels und Separation des Labrums vom Knorpel. Es wurde beschrieben, dass dieser Mechanismus sichtbare Läsionen am Femurkopfrand außerhalb der Belastungszone durch die entstehende mechanische Kraft produzieren kann.

Abb. 1: Modell eines Hüftgelenks mit femoro-azetabulärem Cam-Impingement.

Bisher ist die Pathomorphologie des femoro-azetabulären Impingements lediglich auf makroskopischer Ebene dargestellt worden. Mittels Arthro-MRT (Abb. [2]) und innenrotierter Cross-table-Aufnahme (Abb. [3]) wird die Diagnose Impingement anhand spezifischer Veränderungen gestellt. Die durch das Cam-Impingement betroffenen Areale des Hüftkopfes wurden in dieser Studie zum ersten Mal, nachdem sie bei der operativen Therapie reseziert worden waren, histologisch und auf molekularbiologischer Basis untersucht und mit gesundem und arthrotischem Knorpel verglichen.

Abb. 2: Arthro-MRT eines jungen Patienten mit femoro-azetabulärem Cam-Impingement, die blaue Linie zeigt den asphärischen Verlauf des Hüftkop/Schenkelhalsüberganges. Der Pfeil zeigt den Bereich, in dem Impingement stattfindet.

Abb. 3: (A) Prä- und (B) postoperative Cross-Body Röntgenaufnahme eines Patienten mit femoro-azetabulärem Cam-Impingement.

Histologische Untersuchungen beim Cam-Impingement

Es wurden Patienten im Alter von 19-45 Jahren, bei denen klinisch und radiologisch die Diagnose eines Cam-Impingements unter Ausschluss einer Coxarthrose gestellt worden war, operativ mittels ventraler chirurgischer Hüftkopfluxation und Trimmen des nicht sphärischen Hüftkopfanteils mit gebogenem Meißel versorgt (Abb. [4]) (n = 22; Δ 30,4 Jahre). Als gesunde Kontrolle wurde dieselbe Region des Hüftkopfes bei sechs altersentsprechenden Verstorbenen (19-37; Δ 29 Jahre) entnommen, bei denen zuvor eine radiologische Kontrolle zum Ausschluss von Hüftpathologien durchgeführt worden war. Zum Vergleich wurde bei älteren Patienten mit Coxarthrose, die einen Hüftgelenkersatz erhielten, degenerierter Knorpel aus der Belastungszone entnommen (n = 14).

Abb. 4: Intraoperative Sicht auf einen Femurkopf mit femoro-azetabulärem Cam-Impingement. (A) Der asphärische Anteil des Kopfes wird zunächst markiert. Das Gewebe zeigt dort eine Rötung. (B) Der asphärische Anteil ist mit dem gebogenen Meißel entfernt worden.

Probenpräparation

Alle Proben wurden in 4% PFA fixiert und über mehrere Wochen in 15% EDTA (pH-Wert 8.0) entkalkt. Eine komplette Entkalkung wurde radiologisch überprüft, dann wurden die Proben in Paraffin eingebettet. 3 pm Sektionen wurden auf SuperFrostrPlus Glas (Menzel-Gläser) für die Histologie oder auf mit Aminoalkylsilane beschichtetes SuperFrost Glas für die Immunhistochemie und die in situ Hybridisierung aufgezogen.

Histologie

Die Proben wurden mit Hematoxylin und Eosin (H&E) oder Safranin-O und Fast green (Fluka, Steinheim) gefärbt, Letzteres um den Gehalt an Proteogykanen darzustellen. Die gefärbten Schnitte wurden in Eukitt eingebettet. Die Knorpelveränderungen wurden durch einen Pathologen und einen Orthopäden verblindet nach Mankin eingeteilt.

Immunhistochemie (IHC)

Bei der IHC wurden zwei Antikörper verwendet, die bei Arthrose zu einem vermehrten Signal im Knorpel führen: ein polyklonaler Antikörper gegen humanes COMP (cartilage oligomeric matrix proteine) 1:200, der von Dr. M. Wong zur Verfügung gestellt wurde (M.E. Institut für Biomechanik, Universität Bern, Schweiz) und ein monoklonaler Antikörper gegen humanes Tenascin-C (mAB B28) 1:100, der von Dr. R. Chiquet-Ehrismann zur Verfügung gestellt wurde (Friedrich Miescher Institut, Basel, Schweiz).

Es wurden Serienschnitte für die ICH verwendet, die jeweils dieselbe Region eines Präparates enthielten. Die endogene Gewebeperoxidase-Aktivität wurde blockiert (10 Min., 0,5 % H2O2 in Methanol), dann wurden die Schnitte in PBS (Phosphate buffered Saline; pH 7.4) gewaschen. Die Schnitte wurden 90 Min. bei 37 °C mit Chondroitinase ABC (0.0125 U/50 µl pro Schnitt in 0.1 M Tris-Acetat Puffer pH 7.2) behandelt, um Chondroitinsulfat zu entfernen. Dann wurden die Schnitte gewaschen und mit 5 % Ziegenserum blockiert. Danach wurden sie mit einem der oben genannten Antikörper inkubiert (alle Inkubationen dauerten 1 Stunde und fanden bei Raumtemperatur statt). Nach erneutem Waschen in TBS (Tris buffered saline) mit 0.1% Tween 20, wurden die Schnitte entweder mit einem Peroxidase-konjugierten Goat anti-Rabbit IgG 1:1000, oder Goat anti Mouse whole IgG 1:500, inkubiert, sowie nach erneutem Waschen letztgenannte mit einem Mouse-anti-Peroxidase Complex 1:3000. Die Schnitte wurden erneut gewaschen und die gebundenen Antikörper wurden mittels 3-Amino-9-Ethylcarbazol und dem Substrat für Peroxidase visualisiert. Die Farbreaktion wurde mit Wasser gestoppt und die Schnitte in Aquamount eingebettet.

In-situ-Hybridisierung

Nach der Entparaffinisierung und Rehydrierung wurden die Schnitte mit Proteinase K (5 µg/ml) 15 Min. bei 37 °C in 100 mM Tris-HCl (pH 8.0)/50 mM EDTA verdaut. Danach wurden die Schnitte erneut in 4% Paraformaldehyd/PBS 5 Min. bei Raumtemperatur fixiert und 2-mal in SSC (Standard Saline-Citrat buffered Solution: 0.15 M NaCl, 0.015 M Sodium Citrat, pH 7.5) gewaschen. Die Acetylierung wurde in 0.1 M Triethanolamin (pH 8.0), das 500 µl Essigsäure enthielt, durchgeführt. Nach 10 Min. wurde ein zweites Aliquot Essigsäure über 500 µl für weitere 10 Min. hinzugegeben. Die Schnitte wurden in 50 % deionisiertem Formamid, 4 ¥ SSC, 2 ¥ Denhardts, 250 µg/ml yeast tRNA für 2 Stunden bei 50°C prähybridisiert und dann mit 20 µl einer Hybridisierungsmischung bedeckt (50 % deionisiertes Formamid, 4 ¥ SSC, 2 ¥ Denhardts, 1% Dextransulfat, 500 µg/ml yeast tRNA), die 0,2 µl einer DIG-markierten Riboprobe enthielt. Die Schnitte wurden mit FMC GelBond Film bedeckt in ein feuchtes Inkubationsgefäß gegeben, mit 50 % deionisiertem Formamid in 2 ¥ SSC und über Nacht bei 50 °C inkubiert. Nachdem die Membranen entfernt worden waren, wurden die Schnitte zunächst in 2 ¥ SSC 30 Min. bei Raumtemperatur gewaschen, dann für 30 Min. bei 37 °C in 1mM EDTA (pH 8.0) mit 1 U/ml Rnase T1, danach in 2 ¥ SSC für 2 ¥ 10 Min. bei 55 °C, und schließlich in 0.2 ¥ SSC für 2 ¥ 10 Min. bei 55 °C. Die hybridisierten Riboproben wurden immunohistochemisch mittels eines mit alkalischer Phosphatase konjugierten anti-DIG-Antikörpers (Roche, IN, USA) detektiert. Unspezifische Bindungsstellen wurden mit 1% Blocking Reagens (Roche Diagnostics, Rotkreuz, Schweiz) in Maleat Puffer (100 mM Maleinsäure, 150 mM NaCl, pH 7.5) für 30 Min. bei Raumtemperatur blockiert. 200 ml des anti-DIG ALP Konjugates, 1:1000 verdünnt in Blockinglösung mit 0,2% Tween 20, wurden auf die Schnitte gegeben und für 2 Stunden bei Raumtemperatur inkubiert. Nach 2 ¥ 10 Min. Waschen in Maleat Puffer, der 0,2 % Tween 20 enthielt, wurden die Schnitte in ALP- Puffer für 5 Min. bei Raumtemperatur equlibriert (100 mM Tris/ HCL [pH 9.5], 100 mM NaCl, 5 mM MgCl2). Die Bindung von Antikörpern wurde mittels einer enzymspezifischen Reaktion mit dem 5-bromo-4-chloro-3-indolyl Phosphat (BCIP) und Nitroblue Tetrazolium(NBT)-System dargestellt. Dann wurden die Schnitte in Aquamount eingebettet.

Die Spezifität der Hybridisierung wurde überprüft, indem Serienschnitte mit einer Sense-Riboprobe (einer nicht hybridisierenden Probe) für Col II cDNA hybridisiert wurden.

Um die Riboproben herzustellen, wurde partielle cDNA von Typ II humane Collagen cDNA mit 550 bp in das pGEM-1-Plasmid geklont. Die Riboproben wurden mit einem kommerziell erhältlichen Kit (Roche Diagnostics, Rotkreuz, Schweiz) nach Anleitung des Herstellers synthetisiert.

Histologisch Degenerationszeichen wie bei Arthrose

Den Mankin-Kriterien entsprechend wurden Unterschiede zwischen dem Knorpel, der den Impingement-Hüften entnommen worden war, und dem gesunden Knorpel festgestellt. Der Knorpel aus den Impingementzonen wies Chondrozyten-Cluster, Fissuren, eine Proteoglykanreduktion und Tidemark-Duplikationen auf, also Alterationen, die auch bei Arthrose vorkommen (Abb. [5]). Die meisten der durch Arthrose veränderten Präparate zeigten ähnliche Degenerationszeichen.

Abb. 5: (A, D, G, K) gesunder Knorpel, (B, E, H, L), Knorpel aus der Impingementzone und (C, F, I, M) Knorpel eines Patienten mit Coxarthrose, Vergrößerung 20x. Safranin-O und Fast-green Färbung: (A) glatte Oberfläche und regelmäßige Protheoglykanverteilung; (B und C) Fissuren, Chondrozytencluster und Protheoglykanverlust. Immunhistologie für Tenscin-C: (D) oberflächliche schwache Färbung; (E und F) starke Färbung, die sich auch in die mittleren Knorpelschichten ausdehnt. Immunhistologie für COMP: (G) pericelluläre Färbung; (H und I) interterritoriale Färbung mit signalfreien Höfen um Chondrozytencluster. In-situ-Hybridisierung für Collagen II: (K) geringes Signal in allen Zellen; (L und M) Kollagen II Produktion aufreguliert im Bereich der Chondrozytencluster in der tiefen Schicht.

Immunhistochemie

Im Knorpel aus den Impingementzonen und im Arthroseknorpel zeigte sich ein vermehrtes Signal für Tenascin-C an der Oberfläche des Knorpels im Vergleich zum sehr zarten Signal im gesunden Knorpel. Die perizelluläre Region, die sich im gesunden Knorpel nicht für Tenscin-C färbt, war sowohl im Knorpel aus den Impingementzonen als auch im arthrotischen Knorpel positiv (Abb. [5]).

Eine ähnliche Darstellung ergab sich für COMP. Die Präparate aus den Impingementzonen zeigten dieselbe COMP-Verteilung wie diejenigen des degenerativ veränderten Knorpels. Chondrozytencluster zeigten signalfreie Höfe, und es fand sich eine vermehrte interterritoriale Färbung für COMP (Abb. [5]). Dagegen war im gesunden Knorpel zwar ein perizelluläres Signal für COMP aber wenig interterritoriale Färbung vorhanden. Kontrollschnitte, die ohne den ersten Antikörper durchgeführt worden waren, waren negativ.

Transkripte für Kollagen II wurden mittels In-situ-Hybridisierung im gesunden Knorpel dargestellt. Es fand sich ein gleichmäßig verteiltes schwaches Signal im gesunden Knorpel. Im Knorpel aus den Impingementzonen war die Kollagen-II-Produktion aufreguliert, es zeigte sich vor allem ein sehr starkes Signal im Bereich der Chondrozytencluster (Abb. [5]). Die stärkste Verteilung zeigte sich in den arthrotischen Knorpeln im Bereich der tiefen Knorpelschichten, dort war die Kollagen-II-Produktion deutlich aufreguliert.

Geschehen in der Peripherie des Hüftgelenks

Die Untersuchungen zeigen, dass es sich bei dem resezierten Material aus dem asphärischen Anteil des Hüftkopfes, der beim Cam-Impingement betroffen ist, um degenerierten Knorpel handelt. Der Knorpel aus der femoralen Impingementzone unterscheidet sich sowohl histologisch als auch auf molekularer Ebene von gesundem Knorpel aus dieser Region des Hüftgelenks. Die verwendeten Marker COMP, Tenascin-C und Kollagen-II zeigen ein verändertes Verteilungsmuster, ähnlich dem bei arthrotischem Knorpel vorgefundenem.

Die bekannte Theorie für die Entstehung von Arthrose im Hüftgelenk basiert auf einer mechanischen Überlastung des Knorpels in der zentralen Hauptbelastungszone. Im Gegensatz zu dieser von der Hauptbelastungszone ausgehenden Arthroseentwicklung, stellt sich das von uns untersuchte Patientenkollektiv mit degenerativen Knorpelveränderungen in der Hüftgelenkperipherie dar. Solche ausgeprägten degenerativen Veränderungen in der Hüftgelenksperipherie wurden bereits in anatomischen Studien beschrieben. Sie unterstützen die Annahme, dass femoro-azetabuläres Impingement als präarthrotische Deformität diskutiert werden muss, da es bereits bei jungen Patienten zu degenerativen Veränderungen im Gelenkbereich führt. Es bleibt zu klären, ob diese degenerativen Veränderungen der Hüftgelenksperipherie zu einer generalisierten Arthrose des Hüftgelenks führen.

Literatur beim Verfasser